Biologische Membranen unterschiedlicher Organismen, aber auch von Zellen des gleichen Organismus und sogar Organellen der gleichen Zelle können sich hinsichtlich ihrer spezifischen Lipidzusammensetzung deutlich voneinander unterscheiden. Jede Membran weist dabei eine charakteristische Lipidkomposition auf, die sowohl die physikochemischen Eigenschaften als auch die biologische Funktion dieser Membran maßgeblich bestimmt, indem spezifische Lipid-Umgebungen zur Verfügung gestellt werden, die für die Integrität der Membran-lokalisierten Protein-Maschinerie und Membran-assoziierter zellulärer Prozesse essentiell ist. Kapitel I gibt einen kurzen Überblick über die chemische Struktur prominenter Membranlipide, die damit eng verbundenen physikochemischen Eigenschaften membranärer Lipid-Bilayer, sowie die Beeinflussung der Funktion Membran-inkorporierter Proteine durch diese Membrancharakteristika. Studien zur Aufklärung des Einflusses der Lipidkomposition auf die allgemeine Zellphysiologie sowie Regulation zellulärer Prozesse benötigen effiziente Methoden zur Manipulation der Lipidkomposition in vivo. Metabolic Engineering Ansätze in Verbindung mit Methoden zur Regulation von Genexpression wurden dabei genutzt, um Saccharomyces cerevisiae Stämme zu generieren, die eine gezielte und experimentell kontrollierbare Veränderung ihrer Lipidkomposition erlauben. Die in Kapitel II beschriebene Studie adressiert dabei die einzige in S. cerevisiae vorkommende Fettsäure-Desaturase (codiert durch OLE1), um experimentelle Kontrolle über den Sättigungsgrad Phospholipid-inkorporierter Fettsäuren und somit der Gesamtheit des Hefelipidoms zu erlangen. Dieser Ansatz offenbarte zelluläre Funktionen eines wichtigen physikalischen Membranparameters, der sogenannten Membranfluidität, für Prozesse wie die Ausbildung eines Flockulierungsphänotypes sowie Anpassung an hypoxische Wachstumsbedingungen. Die präsentierte Studie zeigt, wie die Hefe-endogene Lipid-Homöostase-Maschinerie dazu genutzt wird, eine umfangreiche zelluläre Antwort auf Sauerstoff-limitierende Umgebungsbedingungen (Hypoxie) einzuleiten und Zell-Zell-Aggregation in Form von Flo1p-vermittelter Flockulierung zu induzieren. Dieser Aggregationsphänotyp basiert dabei auf der von Flo1p als Zellwand-verankertes Glykoproteins vermittelten Fähigkeit zur spezifischen Bindung der von der Zellwand benachbarter Hefezellen präsentierten Mannosylseitenketten. Die in Kapitel III beschriebene Studie nutzt die zuvor generierten Stämme mit experimentell kontrollierbarer OLE1-Expression als zelluläre Plattform zum Nachweis der enzymatischen Aktivität heterolog exprimierter Stearoyl-CoA-Desaturasen (SCDs). Mutmaßliche SCDs der beiden humanpathogenen Parasiten T. brucei und T. cruzi wurden dabei funktional in S. cerevisiae exprimiert und auf diese Weise gleichsam ihre Stearoyl-CoA Desaturase-Aktivität in vivo nachgewiesen. Das vorgestellte Assay eignet sich daher ebenfalls als Werkzeug zum Hefe-basierten Screening von SCD-Aktivität inhibierenden Substanzen, die als vielversprechende Medikamente zur Behandlung bakterieller und parasitärer Infektionen des Menschen gelten und teilweise bereits Einsatz finden. Kapitel IV beschreibt die Nutzung eines ERG9-adressierenden Metabolic Engineering Ansatzes, um experimentelle Kontrolle über die Sterol-Biosythese-Aktivität von S. cerevisiae zu erlangen. ERG9 codiert für eine Squalen-Synthase, die als sogenanntes „Gate-Keeper Enzym“ den Metabolit-Flux in Richtung des linearen Ergosterol-Biosyntheseweges zu regulieren in der Lage ist. Zellen mit manipulierbarer Sterol-Homöostase und verringertem Ergosterol-Gehalt wurden dazu genutzt, um den Einfluss von Membransterolen auf die generelle Zell-Viabilität aber auch auf fundamentale Zellmembran-assoziierte Prozesse wie Protein Sorting sowie Endo- und Exocytose zu untersuchen. Durch Kombination dieses Metabolic Engineering Ansatzes und CRISPR/Cas9-vermittelter Marker-freier Genom-Editierung war es zudem möglich, ein zelluläres System zur Untersuchung des Einflusses einer Verarmung von Membransterolen auf das laterale Verteilungsmuster Lipid-Raft-assoziierter GFP-getaggter Membranproteine in der Plasmamembran der Bäckerhefe zu etablieren. In Kapitel V wird ein neuartiges, induzierbares oder konstitutives all-in-one CRISPR/Cas9-Plasmidsystem zur einfachen und komfortablen Anwendung dieser Technologie in S. cerevisiae vorgestellt. Die Einfachheit des vorgestellten induzierbaren Systems liegt dabei in der Möglichkeit zur bequemen Einklonierung einer gewünschten, in der gRNA codierenden Sequenz enthaltenen Protospacer-Sequenz begründet. Die Einführung der Protospacer-Sequenz beruht dabei alleine auf einer wenig arbeitsintensiven homologen Rekombinations-vermittelten Assemblierung von einzelsträngigen DNA-Oligonukleotiden in vivo. Gleichsam führt das vorgestellte induzierbare CRISPR/Cas9-System, mit dem zu modifizierende Zellen vor dem eigentlichen Genom-Editierungsschritt vorgeladen werden können, ein neuartiges Konzept der chronologischen Separierung essentieller Arbeitsschritt (Plasmidklonierung, Genom-Editierung), gepaart mit hoher Transformationseffizienz sowie einfacher Anwendbarkeit, ein. Eine hohe Effizienz und Effektivität der Genom-Editierung wird dadurch gewährleistet, dass Komponenten des CRISPR/Cas9-Systems sowie die genomisch zu integrierende Donor-DNA zeitlich getrennt in die Zelle eingeschleust werden können, wodurch eine multiplikative Verknüpfung unvorteilhafter Einzeltransformationseffizienten umgegangen wird. Dieses neuartige Plasmid-basierte CRISPR/Cas9-System eignet sich folglich dazu, Transformationseffizienz-bedingte Limitierungen von Metabolic und Genetic Engineering Ansätzen zu überwinden, die wiederum für nachfolgende Studien zur Aufklärung physiologischer Funktionen von Membranlipiden von Nutzen sind.