Durch physikalische oder chemische Mutagene verursachte DNA-Schäden bedrohen die genomische Integrität und das Überleben lebender Organismen. Insbesondere DNA-Doppelstrangbrüche (DSB), die gefährlichsten Läsionen, die entstehen, wenn beide DNA-Stränge in der Doppelhelix gleichzeitig gebrochen werden, erhöhen das Risiko von Genomumlagerungen. Um die geschädigte genetische Information zu reparieren und die Auswirkungen von Schäden im Genom zu minimieren, gibt es zwei wichtige DSB-Reparaturwege: die Nicht-homologe Endverknüpfung (NHEJ) und die Homologe Rekombination (HR). Beim NHEJ werden die beiden DSB-Enden durch den DNA-Ligase-IV-Komplex unter Zuhilfenahme kurzer homologer DNA-Sequenzen in einzelsträngigen Überhängen an den DSB-Enden direkt wieder zusammengefügt. Das NHEJ repariert DSBs nur dann korrekt, wenn diese Überhänge perfekt aufeinander abgestimmt sind, andernfalls kann es zu kleinen Insertionen/Deletionen und Translokationen kommen. Im Gegensatz dazu nutzt die HR, die nur während S/G2 stattfindet, das homologe Schwesterchromatid als Vorlage für die Rekombination der resektierten Stränge und vermeidet so den Verlust von genetischen Informationen an den DSBs. Die Kinetik der DSB-Reparatur besteht aus zwei Komponenten: einem schnellen Reparaturprozess, der die meisten Brüche innerhalb weniger Stunden nach der DSB-Induktion beseitigt, und einem langsamen Reparaturprozess, der den Rest der Brüche repariert. Aus früheren Veröffentlichungen geht hervor, dass der schnelle Reparaturprozess in G1 und G2 auf dem resektionsunabhängigen NHEJ beruht, während der langsame Reparaturprozess einen resektionsabhängigen NHEJ-Weg in G1 und die HR in G2 darstellt. Warum die Resektion jedoch für die langsame DSB-Reparatur in G1 erforderlich ist, ist unklar. Es gibt Hinweise darauf, dass persistierende DSBs in G1, wenn keine HR zur Verfügung steht, vermehrt an aktiv transkribierten Genen auftreten. Außerdem legen neuere Studien nahe, dass eine durch DSBs verursachte Transkriptionsunterdrückung in aktiv transkribierten Regionen zu einem späteren Zeitpunkt wieder aufgenommen werden kann. Daher kann spekuliert werden, dass eine Korrelation zwischen Transkription und Resektion in der langsamen Reparaturkomponente in G1 bestehen könnte. Die Überprüfung dieser Theorie stellt den Schwerpunkt dieser Arbeit dar. Zu diesem Zweck wurden embryonale Stammzellen der Maus (mESCs) verwendet, da sie sich als interessantes System zur Untersuchung der Resektion erwiesen haben. In Übereinstimmung mit früheren Arbeiten zeigten Kolokalisationsstudien von pRPA- und γH2AX-Foci, dass auch in G1-mESCs an einigen X-IR- und Restriktionsenzym-induzierten DSBs Resektion stattfindet. Die Beobachtung einer geringeren Zahl an pRPA-Foci, wenn die Resektion durch PLKi und siCtIP gehemmt wird, bestätigt, dass in G1-mESCs ein besonderer Resektionsprozess stattfindet, der sich von dem Resektionsschritt der HR unterscheidet. Außerdem führt eine Hemmung der Resektion zu einem Reparaturdefekt, was darauf hindeutet, dass das Resektions-abhängige NHEJ für die Reparatur einiger DSBs in G1-mESCs erforderlich ist. Darüber hinaus reduziert eine Transkriptionshemmung die Bildung von pRPA-Foci sowie von DNA-RNA-Hybriden und verursacht einen Reparaturdefekt in G1. Die Verringerung der Bildung von pRPA-Foci und der Reparaturdefekt traten jedoch nicht auf, wenn die Transkription nur vor X-IR gehemmt und nach X-IR wieder aufgenommen wurde. Zusammengenommen deuten diese Ergebnisse darauf hin, dass die Transkription die DSB-Resektion fördert und wahrscheinlich für die langsame DSB-Reparatur in G1 erforderlich ist. Um zu untersuchen, wie sich die Resektion auf die Transkription während der DSB-Reparatur in G1 auswirkt, wurden verschiedene EU-Pulsmarkierungsmethoden verwendet, um zwischen der bereits vorhandenen RNA vor der DSB-Induktion und der durch die Schädigung induzierten RNA zu unterscheiden. Die Ergebnisse zeigten, dass die Hemmung der Resektion die Anhäufung der RNA verringert, welche erst nach der DSB-Induktion gebildet wird. Die zuvor bereits vorhandene RNA wurde von einer Hemmung der Resektion dagegen nicht beeinflusst. Dies deutet darauf hin, dass die Resektion zur Wiederaufnahme der Transkription nach der DSB-Induktion beitragen kann. Darüber hinaus wurde auch für die Bildung von DNA-RNA-Hybriden an DSBs eine Abhängigkeit von der Resektion beobachtet. Schließlich legen Analysen mittels Chromatin-Immunpräzipitation und quantitativer Polymerase-Kettenreaktion (ChIP-qPCR) nahe, dass DSBs, die in G1 resektiert werden, in Genen liegen und dass die Resektion für die Reparatur dieser DSBs erforderlich ist. Jüngste Studien haben eine Rolle von RAD52 bei der RNA-vermittelten DSB-Reparatur postuliert und gezeigt, dass RAD52 während der G0/G1 Phase zu transkriptionell aktiven Schadensstellen rekrutiert wird. Konsistent hiermit konnte in dieser Arbeit beobachtet werden, dass RAD52 für die Bildung von DNA-RNA-Hybriden an DSB-Stellen erforderlich ist. Bemerkenswerterweise zeigten sowohl die Immunfluoreszenz- als auch die ChIP-qPCR-Analyse, dass ein RAD52-Mangel keine Auswirkungen auf das Ausmaß der Resektion hat und keinen Defekt bei der Reparatur von DSBs in Genen in G1 verursacht. Dies deutet darauf hin, dass RAD52 für die Einleitung der Resektion entbehrlich ist, aber wahrscheinlich ein nachgeschalteter Faktor ist, der die Bildung von DNA-RNA-Hybriden an DSBs reguliert. Insgesamt deuten die Ergebnisse dieser Arbeit darauf hin, dass das von der Resektion abhängige NHEJ in G1 vorzugsweise in Genen auftritt und durch Transkription reguliert wird. Darüber hinaus unterstützt RAD52 die Bildung von DNA-RNA-Hybriden an resektierten DSBs, die in Genen entstehen, was – so unsere Hypothese – zu einer höheren Genauigkeit der Reparatur beitragen kann.