Zur genetischen Manipulation von hämatopoetischen Stammzellen, T- und B-Zellen werden heutzutage meist lentivirale Vektoren (LVs) eingesetzt. T-Zellen können beispielsweise verändert werden, sodass sie einen chimären Antigenrezeptor (chimeric antigen receptor, CAR) exprimieren. Dieser verleiht den entstehenden CAR-T-Zellen das Vermögen, Tumorzellen, welche das CAR-Antigen exprimieren, spezifisch zu erkennen und zu eliminieren. Diese Therapie wurde im Jahr 2013 vom Science Magazin als herausragende Strategie breakthrough of the year) bezeichnet und fand seither in zahlreichen wissenschaftlichen Untersuchungen Anwendung. Den Höhepunkt des bisherigen Erfolgs erreichte die CAR-T-Zelltherapie im Jahr 2018, als zwei CAR-T-Zellprodukte von der amerikanischen Behörde für Lebens- und Arzneimittel (food and drug administration, FDA) und der europäischen Kommission zugelassen wurden. Obwohl bereits vielversprechende Erfolge mit CAR-T-Zellen erzielt wurden, gibt es einige Einschränkungen, die es noch zu überwinden gilt. Zunächst ist die Produktion von CAR-T-Zellen aufwändig und zeitintensiv. Zudem ist es bisher unbekannt, welche Subtypen von CAR-T-Zellen die größte Effektivität hervorrufen. Studien zeigten, dass die Zusammensetzung der CAR-T Zellsubtypen im finalen Produkt die Effizienz der modifizierten Zellen im Kampf gegen die Tumorzellen beeinflusst. Wenig differenzierte CAR-T-Zellen erzielen bessere Erfolge als weit oder gar terminal differenzierte CAR-T-Zellen. Derzeit gibt es kein einheitliches Protokoll zur Generierung solcher wenig differenzierten CAR-T-Zellen. Es wäre von Vorteil ein Protokoll zu etablieren, das einen großen Anteil an wenig differenzierten CAR-T-Zellen im finalen Produkt erlaubt. In dieser Dissertation wurde ein Rezeptor-targetierter LV etabliert, der sowohl die Produktionszeit verkürzt, als auch einen höheren Anteil der präferierten CAR-T-Zellen generiert, als ein herkömmlicher LV, der mit dem Glycoprotein G des Vesikular Stomatitisvirus (VSV) pseudotypisiert wurde. Der neue LV ist spezifisch für den CD62L Rezeptor, welcher von wenig differenzierten T-Zellen exprimiert wird. Zur Etablierung des neuen LVs wurden zunächst geeignete Rezeptor-targetierten Glykoproteine getestet. Hierfür wurde die Oberflächenexpression eines CD62L spezifischen Einzelkörperkettenfragments (single chain variable fragment, scFv) fusioniert mit entweder dem Masernvirus (MV) Glykoprotein H, oder dem Nipahvirus (NiV) Glykoprotein G, untersucht. Im Folgenden wurden CD62L spezifische Vektoren hergestellt, welche für das grün fluoreszierende Protein (gfp) kodieren und deren Selektivität auf Zelllinien überprüft. Zeitgleich wurde ein CD19-spezifischer CAR auf Funktionalität geprüft. Um Variablen möglichst gering zu halten, wurde das Transgen zunächst in bereits bekannten Rezeptor-targetierten CD4-LVs und CD8-LVs verpackt und diese Vektoren wurden genutzt, um T-Zellen zu transduzieren. In Experimenten, in welchen ein Transduktionsverstärker zum Einsatz kam, wurde deutlich, dass nicht nur die viralen Glykoproteine, sondern auch die vom Transgen kodierten Proteine in die Vektoroberfläche eingebaut wurden. Diese Entdeckung wurde möglich, weil T-zellspezifische LVs eingesetzt wurden. Des Weiteren konnte die Funktionalität der CD19-spezifischen CAR-T Zellen bestätigt werden. Nachfolgend wurde der CD62L-spezifische LV hergestellt, diesmal kodierend für den αCD19-CAR (kurz 62L-LV). Der vollständige Zusammenbau des LVs wurde durch Western Blotting bestätigt. Ferner belegte die Analyse mehrerer LV-Produktionen, dass der Vektor erfolgreich produziert werden konnte und CD62L-positive Zelllinien, sowie primäre T-Zellen selektiv transduziert wurden. Interessanterweise beeinflusste lösliches CD62L, welches während der Aktivierung von T-Zellen im Zellkulturüberstand vorliegt, die Transduktionseffizienz nicht. Tatsächlich konnte in vitro gezeigt werden, dass die Transduktion mit 62L-LV einen höheren Anteil an wenig differenzierten CAR-T-Zellen hervorbringt, als die Transduktion mit VSV-LV. Um die Funktionalität von CAR-T-Zellen nach einer minimalen Inkubationszeit mit 62L-LV oder VSV-LV von weniger als 24 Stunden zu überprüfen, wurden T-Zellen entweder voll oder nur minimal aktiviert nach einer Inkubation von weniger als einem Tag in Mäuse injiziert. Drei Tage später wurden die CAR T Zellen in vivo mit Antigen-positiven Tumorzellen angeregt. Durch die Luziferaseaktivität der Tumorzellen konnte das Tumorwachstum in den Mäusen mittels eines Bildgebungssystems (in vivo imaging) verfolgt werden. Interessanterweise wurde das Tumorwachstum in allen Mäusen, welche voll aktivierte CAR-T-Zellen erhielten, verhindert, während die minimal stimulierten CAR-T-Zellen nur antitumorale Aktivität aufwiesen, wenn sie mit 62L-LV aber nicht VSV-LV inkubiert worden waren. In Mäusen, bei denen eine antitumorale Reaktion beobachtet wurde, konnte die Verteilung von CAR-T-Zellen in mehreren Organen nachgewiesen werden. Die minimal stimulierten, 62L-LV inkubierten CAR-T-Zellen wiesen nach Explantation aus den Mäusen signifikant höhere Anteile an wenig differenzierten CAR-T-Zellen auf, als solche die vor Implantation voll aktiviert worden waren. Zusammenfassend lässt sich feststellen, dass der neue Rezeptor-targetierte 62L-LV erfolgreich reproduzierbar hergestellt wurde. Ferner konnte seine Spezifität bewiesen werden und sein großes Potenzial ein CAR-Transgen in primäre T-Zellen zu integrieren. Da er in der Lage war, nach weniger als 24 Stunden Inkubation mit nur minimal aktivierten T-Zellen, funktionale CAR-T Zellen zu generieren, wird diesem Vektor ein äußerst vielverprechendes Potenzial zugesprochen. Durch seine Fähigkeiten CAR-T-Zellen mit einem präferierten Phänotyp in sehr kurzer Zeit herzustellen könnte 62L-LV zukünftig in der CAR-T-Zelltherapie eine große Rolle spielen.